Архив

Актуальные выпуски:

Обзор краткого содержания статей

Выбор параметров просмотра

2026 г., № 1
Раздел: Экотоксикология
УДК: 57.044+577.218

Тканеспецифичная экспрессия генов транспортных белков у обыкновенного карпа (Cyprinus carpio) под воздействием ионов кадмия

К.В. Золотарёв, А.Н. Михайлов, М.В. Михайлова, В.И. Наход, Д.Д. Жданов

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича» (ИБМХ)

Cd²⁺ – катион тяжёлого металла, имеющий как типичные для этого класса токсикантов, так и уникальные токсические свойства по отношению к живым компонентам водных экосистем. Целью исследования является анализ индуцированной Cd2+ экспрессии генов транспортных белков в ряде тканей рыбы и её возможной корреляции с накоплением Cd в тканях. Молодь обыкновенного карпа (Cyprinus carpio) инкубировали в растворе Cd²⁺ с сублетальной концентрацией для карповых (6,4 мг/л). Был сопоставлен уровень экспрессии генов субъединиц N-метил-D-аспартата (NR2A, NR2B) и белка 1 подсемейства С АТФ-связывающей кассеты (ABCC1) в тканях рыб, подвергавшихся и не подвергавшихся воздействию Cd²⁺, а также проанализирована степень биоаккумуляции Cd тканями рыб. Экспрессия NR2A в глазах (сосудистая оболочка + сетчатка), накапливавших Cd, усиливалась в 16,6 раз под его воздействием, и достоверно не менялась в мозге, не накапливавшем Cd. Этот эффект может быть обусловлен блокированием кальциевых каналов ионами Cd²⁺, имеющими очень близкий радиус иона к Ca²⁺. В результате установлено, что близость радиуса катиона тяжёлого металла к радиусу Ca2+ является основным фактором, определяющим способность катиона необратимо блокировать кальциевые каналы. Экспрессия ABCC1 усиливалась в 2,0 раза в жабрах и достоверно не менялась в печень, при этом обе ткани накапливали Cd в значительной степени. Этот эффект может быть обусловлен попаданием Cd в печень в уже инактивированном виде, а также возможными различиями в механизмах самозащиты от Cd²⁺ в жабрах и печени рыб.

Ключевые слова: кадмий, биоаккумуляция, NR2A, кальциевые каналы, ABCC1, механизмы самозащиты

Развернуть Список процитированных источников

1. Javed M., Usmani N. An overview of the adverse effects of heavy metal contamination on fish health // Proc. Natl. Acad. Sci., India, Sect. B: Biol. Sci. 2019. V. 89. P. 389–403. doi: 10.1007/s40011-017-0875-7

2. An Y.J., Kampbell D.H. Total, dissolved, and bioavailable metals at Lake Texoma marinas // Environ. Pollut. 2003. V. 122. No. 2. P. 253–259. doi: 10.1016/s0269-7491(02)00291-9

3. Thomson E.A., Luoma S.N., Johansson C.E., Cain D.J. Comparison of sediments and organisms in identifying sources of biologically available trace metal contamination // Water Res. 1984. V. 18. No. 6. P. 755–765. doi: 10.1016/0043-1354(84)90172-6

4. Sandbichler A.M., Höckner M. Cadmium protection strategies – a hidden trade-off? // Int. J. Mol. Sci. 2016. V. 17. No. 1. Article No. 139. doi: 10.3390/ijms17010139

5. Stohs S.J., Bagchi D., Hassoun E., Bagchi M. Oxidative mechanisms in the toxicity of chromium and cadmium ions // J. Environ. Pathol. Toxicol. Oncol. 2000. V. 19. No. 2. P. 201–213. doi: 10.1615/JEnvironPatholToxicolOncol.v20.i2.10

6. Valko M., Morris H., Cronin M.T.D. Metals, toxicity and oxidative stress // Curr. Med. Chem. 2005. V. 12. No. 10. P. 1161–1208. doi: 10.2174/0929867053764635

7. Cull-Candy S., Brickley S., Farrant M. NMDA receptor subunits: diversity, development and disease // Curr. Opin. Neurobiol. 2001. V. 11. No. 3. P. 327–335. doi: 10.1016/s0959-4388(00)00215-4

8. Traynelis S.F., Burgess M.F., Zheng F., Lyuboslavsky P., Powers J.L. Control of voltage-independent zinc inhibition of NMDA receptors by the NR1 subunit // J. Neurosci. 1998. V. 18. No. 16. P. 6163–6175. doi: 10.1523/JNEUROSCI.18-16-06163.1998

9. Li F., Tsien J.Z. Memory and the NMDA receptors // N. Engl. J. Med. 2009. V. 361. No. 3. P. 302–303. doi: 10.1056/NEJMcibr0902052

10. Rios C., Méndez-Armenta M. Cadmium neurotoxicity // Encyclopedia of environmental health / Ed. J.O. Nriagu. Ann Arbor, MI: University of Michigan, School of Public Health, 2019. P. 485–491. doi: 10.1016/B978-0-12-409548-9.11571-4

11. Toyoda Y., Hagiya Y., Adachi T., Hoshijima K., Kuo M.T., Ishikawa T. MRP class of human ATP binding cassette (ABC) transporters: historical background and new research directions // Xenobiotica. 2008. V. 38. No. 7–8. P. 833–862. doi: 10.1080/00498250701883514

12. Keppler D., Cui Y., König J., Leier I., Nies A. Export pumps for anionic conjugates encoded by MRP genes // Adv. Enzyme Regul. 1999. V. 39. No. 1. P. 237–246. doi: 10.1016/s0065-2571(98)00015-6

13. Long Y., Li Q., Cui Z. Molecular analysis and heavy metal detoxification of ABCC1/MRP1 in zebrafish // Mol. Biol. Rep. 2011. V. 38. No. 3. P. 1703–1711. doi: 10.1007/s11033-010-0283-z

14. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals. Paris: OECD Publishing, 2019. 24 p. doi: 10.1787/9789264069961-en

15. Liu P., Wang S., Chang Z., Li L., Xing H., Dong W. Combined toxicity of silica nanoparticles and cadmium chloride on the cardiovascular system of zebrafish (Daniorerio) larvae // Comp. Biochem. Physiol. C: Toxicol. Pharmacol. 2021. V. 239. Article No. 108895. doi: 10.1016/j. cbpc.2020.108895

16. Yamamoto T., Arai Y., Seki T. RoHS/ELV directives – measurement of heavy metals using ICP-MS // Agilent ICP-MS Journal. 2005. No. 23. Article No. 2.

17. Vasina D.A., Zhdanov D.D., Orlova E.V., Orlova V.S., Pokrovskaya M.V., Aleksandrova S.S., Sokolov N.N. Apoptotic endonuclease EndoG inhibits telomerase activity and induces malignant transformation of human CD4+ T cells // Biochemistry (Mosc.). 2017. V. 82. No. 1. P. 24–37. doi: 10.1134/S0006297917010035

18. Erickson R.J., Nichols J.W., Cook P.M., Ankley G.T. Bioavailability of chemical contaminants in aquatic systems // The toxicology of fishes / Eds. R.T. Di Giulio, D.E. Hinton. Boca Raton, FL: CRC Press, 2008. P. 9–54. doi: 10.1201/9780203647295.ch2

19. Cobbina S.J., Mao G., Zhao T., Xu H., Zhang Z., Liu H., Zou Y., Wu X., Yang L. Modulation of N-Methyl-D-Aspartate receptors (NMDAR), Bcl-2 and C-Fos gene expressions on exposure to individual and mixtures of low concentration metals in zebrafish (Danio rerio) // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 2017. V. 72. No. 3. P. 418–427. doi: 10.1007/s00244-016-0352-y

20. Taylor W.R. Permeation of barium and cadmium through slowly inactivating calcium channels in cat sensory neurons // J. Physiol. 1988. V. 407. No. 1. P. 433–452. doi: 10.1113/jphysiol.1988.sp017424

21. Swandulla D., Armstrong C.M. Calcium channel block by cadmium in chicken sensory neurons // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1989. V. 86. No. 5. P. 1736–1740. doi: 10.1073/pnas.86.5.1736

22. Hinkle P.M., Kinsella P.A., Osterhoudt K.C. Cadmium uptake and toxicity via voltage-sensitive calcium channels // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. No. 34. P. 16333–16337. doi: 10.1016/S0021-9258(18)49259-9

23. Roesijadi G., Unger M.E. Cadmium uptake in gills of the mollusk Crassostrea virginica and inhibition by calcium channel blockers // Aquat. Toxicol. 1993. V. 24. No. 3–4. P. 195–205. doi: 10.1016/0166-445X(93)90071-8

24. Shannon R.D. Revised effective ionic radii and systematic studies of interatomic distances in halides and chalcogenides // Acta Cryst. 1976. V. A32. P. 751–767. doi: 10.1107/S0567739476001551

25. Choong G., Liu Y., Templeton D.M. Interplay of calcium and cadmium in mediating cadmium toxicity // Chem. Biol Interact. 2014. V. 211. P. 54–65. doi: 10.1016/j.cbi.2014.01.007

26. Ferro J.P., Ferrari L., Eissa B.L. Acute toxicity of cadmium to freshwater fishes and its relationship with body size and respiratory strategy // Comp. Biochem. Physiol. C Toxicol. Pharmacol. 2021. V. 248. Article No. 109109. doi: 10.1016/j.cbpc.2021.109109

27. Pekel M., Platt B., Büsselberg D. Mercury (Hg2+) decreases voltage-gated calcium channel currents in rat DRG and Aplysia neurons // Brain Res. 1993. V. 632. No. 1–2. P. 121–126. doi: 10.1016/0006-8993(93)91146-j

28. Yin X., Sun J.Z., Mei Y., Guo X., Chen S.L., Wang Z.L., Yang L. Effect of Hg2+ on voltage-dependent calcium channels and intracellular free calcium in trigeminal ganglion neurons of rats // Chinese Journal of Industrial Hygiene and Occupational Diseases. 2008. V. 26. No. 9. P. 542–545 (in Chinese).

29. Mohammadi S., Gholamin M., Mohammadi M., Mansouri A., Mahmoodian R., Attari S., Kebriaei S.M., Zibaei B., Roshanaei M., Daneshvar F., Khandehro M., Khodadadegan M.A., Delshad A., Mohammadzadeh F., Peyvandi M., Ghayour-Mobarhan M., Tavallaie S., Boroumand-Noughabi S., Ferns G.A.A. Down-regulation of CatSper 1 and CatSper 2 genes by lead and mercury // Environ. Toxicol. Pharmacol. 2018. V. 59. P. 82–86. doi: 10.1016/j.etap.2018.03.007

30. Olkova A.S., Sysolyatina M.A. Sources, toxicity and bioaccumulation of rare earths in the environment: review // Theoretical and Applied Ecology. 2024. No. 1. P. 19–30 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2024-1-019-030

Сведения о финансировании:

Работа выполнена в рамках темы «Влияние соединений, обладающих геропротективными свойствами, на единичные биомакромолекулы, модельные объекты и организм человека» при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (Соглашение № 075-15-2024-643).

DOI: 10.25750/1995-4301-2026-1-169-176

Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License. Creative Commons License

XML JATS